T1R4 表達與信號傳導：高表達 T1R4 受體（陽性率 98%），膜表面表達量達 8.5×10?分子 / 細胞（是原代細胞的 4 倍，5A8 細胞幾乎不表達）；與細菌肽聚糖的結合常數達 2.3×10??M，刺激后 15 分鐘內即可激活下游 PLCβ2/IP3 通路，Ca2?內流峰值是原代細胞的 2.5 倍，快速啟動天然免疫應答，與豬肺泡巨噬細胞的抗感染激活特征一致性達 93%。

吞噬與殺傷功能：對豬鏈球菌的吞噬率達 75%（5A8 細胞無吞噬功能），吞噬后 2 小時內細菌殺傷率達 60%，溶酶體與吞噬體融合效率比原代細胞高 30%；能通過呼吸爆發產生活性氧（ROS），濃度達 45nmol/mg 蛋白（顯著高于 5A8 細胞的 5nmol），有效清除胞內病原體。

細胞因子分泌譜：經 LPS 刺激后，TNF-α 分泌量達 800pg/10?細胞 / 24h（是 5A8 細胞的 40 倍），IL-6 達 1200pg/10?細胞 / 24h，且分泌規律呈雙相峰（1 小時與 6 小時），與豬肺炎模型中肺泡灌洗液的細胞因子動態變化規律高度吻合；T1R4 特異性激動劑可使 IL-1β 分泌量提升 2 倍，證實該受體在炎癥調控中的關鍵作用。

模式識別機制解析：利用該細胞系發現 T1R4 可與 TLR4 形成異二聚體，增強對革蘭氏陽性菌的識別效率（提升 40%），通過 5A8 抗體檢測發現該復合物可促進 IRAV 向細胞膜募集（增加 50%），揭示 “T1R4-TLR4-IRAV" 的協同識別軸，與豬鏈球菌感染的肺泡免疫應答特征一致性達 92%。

炎癥信號調控網絡：在 T1R4 敲除實驗中，LPS 誘導的 NF-κB 激活下降 60%，而 5A8 抗體阻斷 IRAV 后下降 45%，兩者聯合干預下降 85%，證實 T1R4 與 IRAV 在炎癥信號中的交叉調控，為復雜免疫網絡研究提供精準模型。

豬鏈球菌感染模型：通過該細胞系發現 T1R4 可識別鏈球菌 M 蛋白，激活 PI3K/Akt 通路促進細胞存活（凋亡率下降 55%），同時上調抗菌肽 PR-39 表達（增加 3 倍），與豬鏈球菌肺炎的肺泡巨噬細胞存活規律正相關（R2=0.91），研究結果較 5A8 細胞模型更接近在體感染特征。

耐藥菌清除機制：在耐甲氧xi林葡萄球菌感染中，T1R4 激動劑可使細胞吞噬率從 40% 提升至 70%，ROS 生成量增加 2 倍，且該過程不依賴抗生素，為耐藥菌感染的非藥物干預提供新靶點。

天然免疫增強劑篩選：建立基于 T1R4 激活的高通量篩選模型，某植物提取物可使 PAM-T1R4-1 細胞的 T1R4 表達提升 30%，對豬肺炎支原體的吞噬率增加 50%，經 5A8 抗體檢測證實其可同時下調 IRAV 介導的過度炎癥（IL-6 下降 40%），小耳豬實驗顯示肺部菌落數減少 65%，證實模型的應用價值。

藥物協同作用評價：在抗生素聯用實驗中，T1R4 激動劑與阿莫xi林聯合使用可使細胞內鏈球菌清除率達 90%（單獨用藥為 60%），且通過 5A8 抗體檢測發現炎癥因子水平下降 55%，實現 “抗感染 - 抗炎" 雙重效果，為聯合用藥方案提供依據。

培養基：RPMI-1640 培養基添加 10% 胎牛血清、20ng/mL M-CSF，pH 維持在 7.2-7.4；為維持 T1R4 表達，可添加 5μM 苯甲地那銨（T1R4 拮抗劑），使受體穩定性提升 25%（5A8 細胞無需此添加物）。

傳代流程：當細胞融合度達 80% 時，使用細胞刮收集（避免yi酶損傷受體），按 1:3 比例接種（低于 5A8 細胞的 1:4 比例），24 小時貼壁率超 90%，需定期檢測吞噬功能確認細胞狀態。

凍存保護：采用含 10% DMSO 的wan全培養基，細胞密度 3×10?個 /mL，程序降溫至 - 80℃過夜后轉入液氮，復蘇時 37℃水浴 2 分鐘，存活率可達 85%，需通過流式細胞術檢測 T1R4 表達確認功能穩定。

吞噬實驗優化：將 FITC 標記的豬鏈球菌（MOI=10）與細胞共孵育 1 小時，流式細胞術檢測 FITC 陽性率（應≥70%），用 5A8 抗體檢測細胞上清 IL-6 水平（基線＜50pg/mL），結果變異系數＜8%。

T1R4 激活檢測：使用熒光鈣探針 Fura-2/AM 負載細胞，加入 T1R4 激動劑后，340/380nm 熒光比值應在 30 秒內上升≥2 倍，適合受體活性藥物篩選。

優勢：

局限性：